Проведено ретроспективное исследование генетических детерминант лекарственной устойчивости 150 изолятов МБТ с
помощью «ТБ–ТЕСТ» и определена их корреляция с результатfми микробиологического определения ЛЧ в BACTEC™ MGIT™ 960 и Sensititre MycoTB Plate. Установлено, что из всего спектра мутаций с высоким уровнем устойчивости МБТ к рифампицину, как среди МЛУ, ШЛУ так и монорезистентных, наиболее часто определяется мутация S531L в гене rpoB. Напротив, «пограничным» или низким уровнем устойчивости обладают МБТ с мутациями D516Y, H526L и H526N в этом гене, которые стандартными микробиологическими методами определяются как чувствительные к препарату. Наиболее часто встречаемой мутацией как среди монорезистентных МБТ к изониазиду, так и у МБТ с МЛУ и ШЛУ является S315T в katG, приводящая к высокой степени устойчивости. В большинстве изолятов высокий и умеренный уровень
устойчивости МБТ к фторхинолонам связан с мутациями в гене gyrA или в gyrA/gyrB, а «пограничная» чувствительность
и низкая устойчивость – в gyrB. Выявление мутаций в гене eis (низкий уровень устойчивости к канамицину) повышает корреляцию с фенотипическим определением ЛЧ в BACTEC™ MGIT™ 960 до 93,2%. В Московском регионе, также как и в других регионах России, преобладают МБТ с генотипом Beijing – 78,0% bизолятов, из которых 20,0% относились к BO/W148 и ассоциированы с высокой лекарственной устойчивостью МБТ к противотуберкулезным препаратам.
Ключевые слова: микобактерии туберкулеза, лекарствеyная чувствительность к изониазиду, рифампицину, фторхинолонам и аминогликозидам, мутации, молекулярно-генетические методы, генотип.
Носова Елена Юрьевна – ведущий научный сотрудник отдела проблем лабораторной диагностики туберкулеза и
патоморфологии ГБУЗ «Московский городской научно-практический центр борьбы с туберкулезом Департамента
здравоохранения города Москвы», доктор биологических наук
Адрес: 107014, г. Москва, ул. Стромынка, д. 10
Тел. + 7 (495) 603-30-33
Факс + 7 (499) 785-20-82
e-mail: rna68@rambler.ru
Хахалина Анастасия Александровна – научный сотрудник отдела проблем лабораторной диагностики туберкулеза и
патоморфологии ГБУЗ «Московский научно-практический центр борьбы с туберкулезом Департамента здравоохранения
города Москвы», кандидат биологических наук
Адрес: 107014, г. Москва, ул. Стромынка, д. 10
Тел. + 7 (495) 603-30-33,
Факс + 7 (499) 785-20-82
Галкина Ксения Юрьевна – ведущий научный сотрудник отдела проблем лабораторной диагностики туберкулеза и
патоморфологии ГБУЗ «Московский научно-практический центр борьбы с туберкулезом Департамента здравоохранения
города Москвы», кандидат биологических наук
Адрес: 107014, г. Москва, ул. Стромынка, д. 10
Тел. + 7 (495) 603-30-33
Факс + 7 (499) 785-20-82
Краснова Мария Александровна – ведущий научный сотрудник отдела проблем лабораторной диагностики
туберкулеза и патоморфологии ГБУЗ «Московский городской научно-практический центр борьбы с туберкулезом
Департамента здравоохранения города Москвы», кандидат медицинских наук
Адрес: 107014, г. Москва, ул. Стромынка, д. 10
Тел. +7 (495) 603-30-33
e-mail: dna77@mail.ru
Крылова Людмила Юрьевна – ведущий научный сотрудник отдела проблем лабораторной диагностики туберкулеза и
патоморфологии ГБУЗ «Московский городской научно-практический центр борьбы с туберкулезом Департамента
здравоохранения города Москвы», кандидат биологических наук
Адрес: 107014, г. Москва, ул. Стромынка, д. 10
Тел. + 7 (495) 603-30-33
Факс + 7 (499) 785-20-82
e-mail: mika_200417@yahoo.com
Макарова Марина Витальевна – ведущий научный сотрудник отдела проблем лабораторной диагностики туберкулеза и патоморфологии ГКУЗ «Московский городской научно-практический центр борьбы с туберкулезом Департамента
здравоохранения города Москвы», доктор биологических наук
Адрес: 107014, г. Москва, ул. Стромынка, д. 10
Тел. + 7 (495) 603-30-33
Факс + 7 (499) 785-20-82
e-mail: makarova75@yandex.ru
Сафонова Светлана Григорьевна – заведующая отделом проблем лабораторной диагностики туберкулеза и
патоморфологии ГКУЗ «Московский городской научно-практический центр борьбы с туберкулезом Департамента
здравоохранения города Москвы», доктор биологических наук
Адрес: 107014, г. Москва, ул. Стромынка, д. 10
Тел. + 7 (495) 603-30-33
e-mail: safonova.s.g.@inbox.ru
1. Макарова М.В., Сафонова С.Г., Исаева Ю.Д., Крылова Л.Ю., Носова Е.Ю., Литвинов В.И. Определение критической концентрации
химиопрепаратов для оценки лекарственной чувствительности Mycobacterium tuberculosis с помощью тест-системы Sensititre MycoTB. //
Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунологии. – 2015. – № 3. – С. 63-67.
2. Abuali M., Katariwala R., LaBombardi V. A comparison of the Sensititre MYCOTB panel and the agar proportion method for the susceptibility testing
of Mycobacterium tuberculosis. // Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. – 2012. – Vol. 31. – N. 5. – P. 835-839.
3. An D., Duyen N., Lan N. et al. Beijing genotype of Mycobacterium tuberculosis is significantly associated with high-level fluoroquinolone resistance
in Vietnam. // Antimicrob. Agents Chemother. – 2009. – Vol. 53. – N. 11. – P. 4835-4839.
4. BakuBa Z., Napiórkowska A., Bielecki J. et al. Mutations in the embB gene and their association with ethambutol resistance in multidrug-resistant
Mycobacterium tuberculosis clinical isolates from Poland. // BioMed. Res. Intern. – 2013. – Vol. 167954. – P. 5.
5. Bauskenieks M., Pole I., Skenders G. et al. Genotypic and phenotypic characteristics of aminoglycoside-resistant Mycobacterium tuberculosis isolates i
n Latvia // Diagn. Microbiol. Infect. Dis. – 2015. – Vol. 81.– P. 177-182.
6. Centers for Disease Control and Prevention (CDC). Emergence of Mycobacterium tuberculosis with extensive resistance to second-line drugs-worldwide,
2000–2004. // MMWR. – 2006.– Vol. 55.– P. 301-305.
7. Chakravorty S., Lee J., Cho E. et al. Genotypic susceptibility testing of Mycobacterium tuberculosis isolates for amikacin and kanamycin resistance by use
of a rapid sloppy molecular beacon-based assay identifies more cases of low-level drug resistance than phenotypic lowenstein-jensen testing. //
J. Clin. Microbiol. – 2015. – Vol. 53. – N. 1. – P. 41-53.
8. Drobniewski F., Balabanova Y., Nikolayevsky V. et al. Drug-resistant tuberculosis, clinical virulence, and the dominance of the Beijing strain family in Russia.
// JAMA. – 2005. – Vol. 293. – N. 22. – P. 2726-2731.
9. Du Q., Dai G., Long Q. et al. Mycobacterium tuberculosis rrs A1401G mutation correlates with high-level resistance to kanamycin, amikacin, and capreomycin
in clinical isolates from mainland China. // Diagn. Microbiol. Infect. Dis. – 2013. – Vol. 77. – P. 138-142.
10. Georghiou S., Magana M., Garfein R. et al. Evaluation of genetic mutations associated with Mycobacterium tuberculosis resistance to amikacin, kanamycin
and capreomycin: a systematic review. // PloS One. – 2012. – Vol. 7. – e33275.
11. Gikalo M., Nosova E., Krylova L., Moroz A. The role of eis mutations in the development of kanamycin resistance in Mycobacterium tuberculosis isolates from
the Moscow region. // J. Antimicrob. Chemother. – 2012. – Vol. 67. – N. 9. – P. 2107-2109.
12. Groll A., Martin A., Jureen P. et al. Fluoroquinolone resistance in Mycobacterium tuberculosis and mutations in gyrA and gyrB. // Antimicrob. Agents.
Chemother. – 2009. – Vol. 53. – N. 10. – P. 4498-4500.
13. Hall L., Jude K., Clark S. et al. Evaluation of the Sensititre MycoTB plate for susceptibility testing of the Mycobacterium tuberculosis complex against first- and
second-line agents. // J. Clin. Microbiol. – 2012. – Vol. 50. – N. 11. – P. 3732-3734.
14. Haydel S. Extensively drug-resistant tuberculosis: a sign of the times and an impetus for antimicrobial discovery.// Pharmaceuticals (Basel). – 2010. –
Vol. 3. – N. 7. – P. 2268-2290.
15. Hillemann D., Kubica T., Rüsch-Gerdes S. et al. Disequilibrium in distribution of resistance mutations among Mycobacterium tuberculosis Beijing and
non-Beijing strains isolated from patients in Germany. // Antimicrob Agents Chemother. – 2005. – Vol. 49. – N. 3. – P. 1229-1231.
16. Homolka S., Projahn M., Feuerriegel S. et al. High resolution discrimination of clinical Mycobacterium tuberculosis complex strains based on single
nucleotide polymorphisms. // PLoS ONE. – 2012. – Vol. 7. – N. 7. – e39855.
17. Kam K., Yip C., Cheung T. et al. Stepwise decrease in Moxifloxacin susceptibility amongst clinical isolates of multidrug-resistant Mycobacterium tuberculosis:
correlation with Ofloxacin susceptibility. // Microb. Drug Resist. – 2006. – Vol. 12. – N. 1. – P. 7-11
18. Kambli P., Ajbani K., Sadani M. et al. Defining multidrug-resistant tuberculosis: correlating GenoType MTBDRplus assay results with minimum inhibitory
concentrations. // Diagn. Microbiol. Infect. Dis. – 2015. – doi: 10.1016/j. diagmicrobio.
19. Larsen M., Vilche`ze C., Kremer L. et al. Overexpression of inhA, but not kasA, confers resistance to isoniazid and ethionamide in Mycobacterium smegmatis,
M. bovis BCG and M. tuberculosis. // Mol. Microbiol. J. – 2002. – Vol. 46. – P. 453-466.
20. Li J., Gao X., Luo T. et al. Association of gyrA/B mutations and resistance levels to fluoroquinolones in clinical isolates of Mycobacterium tuberculosis. //
Emerging. Microbes. Infect. – 2014. – Vol. 3. – e19.
21. Malik S., Willby M., Sikes D. et al. New insights into fluoroquinolone resistance in Mycobacterium tuberculosis: functional genetic analysis of gyrA and gyrB
mutations. // PLoS One. – 2012. – Vol. 7. – N. 6. – P. 1-10.
22. Mokrousov I. Insights into the origin, emergence, and current spread of a successful Russian clone of Mycobacterium tuberculosis. // Clin. Microbiol. –
2013. – Vol. 26. – P. 342-360.
23. Mokrousov I. The quiet and controversial: Ural family of Mycobacterium tuberculosis. // Infection. Genetics Evolution. – 2012. – Vol. 12. – P. 619-629.
24. Mokrousov I., Limeschenko E., Steklova L. High prevalence of katG Ser315Thr substitution among isoniazid-resistant Mycobacterium tuberculosis clinical
isolates from Northwestern Russia, 1996 to 2001. // Antimicrobial Agents Chemotherapy. – 2002. – Vol. 46. – N. 5. – P. 1417-1424.
25. Mpagama S., Houpt E., Stroup S. et al. Application of quantitative second-line drug susceptibility testing at a multidrug-resistant tuberculosis hospital
in Tanzania. // BMC Infectious Dis. – 2013. – Vol. 13. – P. 432.
26. Nosova E., Bukatina A., Isaeva Y. et al. Analysis of mutations in the gyrA and gyrB genes and their association with the resistance of Mycobacterium
tuberculosis to levofloxacin, moxifloxacin and gatifloxacin. // J. Med. Microbiol. – 2013. – Vol. 62. – P. 108-113.
27. Park Y., Ryoo S., Lee S. et al. Correlation of the phenotypic ethambutol susceptibility of Mycobacterium tuberculosis with embB gene mutations in Korea. //
J. Med. Microbiol. – 2012. – Vol. 61. – N. 4. – P. 529-534.
28. Plinke C., Rüsch-Gerdes S., Niemann S. Significance of mutations in embB Codon 306 for prediction of ethambutol resistance in clinical Mycobacterium
tuberculosis isolates. // Antimicrobial Agents and Chemotherapy. – 2006. – Vol. 50. – N. 5. – P. 1900-1902.
29. Reeves A., Campbell P., Sultana R. et al. Aminoglycoside cross-resistance in Mycobacterium tuberculosis due to mutations in the 5=Untranslated region
of whiB7. // AAC. – 2013. – Vol. 57. – N. 4. – P. 1857-1865.
30. Rigouts L., Gumusboga M., Bram de Rijk W. et al. Rifampin resistance missed in automated liquid culture system for Mycobacterium tuberculosis isolates
with specific rpoB Mutations. // J. Clin. Microbiol. – 2013. – Vol. 51. – N. 8. – P. 2641-2645.
31. Shitikov E., Bespyatykh J., Ischenko D. et al. Unusual large-scale chromosomal rearrangements in Mycobacterium tuberculosis Beijing B0/W148 cluster
isolates. // Plos ONE. – 2014. – Vol. 9. – N. 1. – e84971.
32. Springer B., Lucke K., Calligaris-Maibach R. et al. Quantitative drug susceptibility testing of Mycobacterium tuberculosis by use of MGIT 960 and EpiCenter
instrumentation. // J. Clin. Microbiol. – 2009. – Vol. 47. – N. 6. – P. 1773-1780.
33. Springer B., Calligaris-Maibach R., Ritter C., Böttger E. Tuberculosis drug resistance in an area of low endemicity in 2004 to 2006: semiquantitative drug
susceptibility testing and genotyping. // J. Clin. Microbiol. – 2008. – Vol. 46. N. 12. – P. 4064-4067.
34. Supply P., Allix C. et al. Proposal for standardization of optimized mycobacterial interspersed repetitive unit–variable-number tandem repeat typing
of Mycobacterium tuberculosis. // J. Clin. Microbiol. – 2006. – Vol. 44. – N. 12. – P. 4498-4510.
35. Trauner A., Borrell S., Reither K. et al. Evolution of drug resistance in tuberculosis: recent progress and implications for diagnosis and therapy. // Drugs. –
2014. – Vol. 74. – P. 1063-1072.
36. van Deun A., Barrera L., Bastian I. et al. Mycobacterium tuberculosis strains with highly discordant rifampin susceptibility test results. // J. Clin. Microbiol. –
2009. – Vol. 47. – N. 11. – P. 3501-3506.
37. van Ingen J., Aarnoutse R., de Vries G. et al. Low-level rifampicin-resistantMycobacterium tuberculosis strains raise a new therapeutic challenge. //
Intern. J. Tub. Lung. Dis. – 2011. – Vol. 15. – N. 7. – P. 990-992.
38. World Health Organization. Global Tuberculosis Control-Epidemiology, Strategy, Financing. – World Health Organization: Geneva, Switzerland. – 2009.
39. Zaunbrecher M., Sikes J., Metchock B. et al. Overexpression of the chromosomally encoded aminoglycoside acetyltransferase eis confers kanamycin
resistance in Mycobacterium tuberculosis. // Proc. Natl. Acad. Sci USA. – 2009. – Vol. 106. – P. 20004-20009.
40. Zhang. Z., Liu M., Wang Y. et al. Molecular and phenotypic characterization of multidrug-resistant Mycobacterium tuberculosis isolates resistant
to kanamycin, amikacin, and capreomycin in China. // Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. – 2014. – Vol. 33. – N. 11. – P. 1959-1966.
41. Zhang Z., Wang Y., Pang Yu. et al. ethambutol resistance as determined by broth dilution method correlates better than sequencing results with embb
mutations in multidrug-resistant Mycobacterium tuberculosis isolates// JCM. – 2014. – Vol. 52. – N. 2. – P. 638-641.
